Las fibras sintéticas.

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Cutinasas y carboxilesterasas han demostrado tanto el potencial para hidrolizar enlaces de poliéster de manera similar a las lipasas (Genencor int, 2001; Yoon et al., 2002).How-embargo, la mayoría de los informes de investigación de poliéster hidrol-analysis debido a las lipasas (Khoddami et al, 2001;.. Miettinen-Oinonen et al, 2003; Walter et al., 1995).Sobre el estudio por Walter et al. hay que señalar que el poliéster degradado por un lipas e no era poli (tereftalato de etileno), pero poli (succinato de trimetileno).Este último es un poliéster alifático, en contraste con el poli aro-matic (tereftalato de etileno). En muchos casos, los poliésteres alifáticos han demostrado ser fácilmente Degrad-able, mientras que los poliésteres aro matic son considerados mucho más persistente (Marten et al., 2003).

Para este estudio dos enzimas lipolíticas han sido cho-sen, es decir, cutinasa de Fusarium solani pisi, que está bien descrito en la literatura (Carvalho et al., 1998;

Egmond et al., 2000; Nicolas et al., 1996) y lipasa A de Candida antarctica, debido a su éxito se informó anteriormente en poli (tereftalato de etileno) (Khoddami et al., 2001).

La presente investigación se pretende que sea un estudio fundamen-tal de la acción enzimática sobre sustratos sintéticos.En lugar de investigar la acción de la enzima en los tejidos o fibras, sustratos de película de polímero se utilizan para evitar los problemas encontrados a menudo en la industria textil humectantes medida-mentos, como efecto de mecha, que depende del tamaño de poro, la distribución de tamaño de poro y la heterogeneidad de la tela.La hinchazón de la fibra también puede cambiar la humectación Behav-ior de una fibra o tejido en el tiempo.

2. materiales y métodos

2.1. sustratos de poliéster

Dos poli diferente (tereftalato de etileno) (PET) sustratos de película fueron suministrados por Sympatex Technolo-Gies GmbH, es decir, PET amorfo y PET biorientado, abreviado como APET y OPET, respectivamente. APET contiene 3% (w / w) de ácido isoftálico, así induc-i ng regiones amorfas, mientras que el componente ácido en OPET es ácido 100% tereftálico.La película gruesa APET-dad es de 200 m, mientras que para OPET esto es 12 m. características exactas de producción, tales como la historia térmica y el uso de plastificantes, no se conocen.

En el anuncio condición, gránulos de PET (GPet) se obtuvieron de Aldrich, número de producto. 200255 (números de lote .: 02640 HO y 05531 eq).Los cristalinidad, de APET, OPET y GPet son 4.1, 48.2 y 13.7%, respectivamente, según se determina por DSC carreras individuales, de los cuales el procedimiento exacto se explica en la Sección 2.8.

2.2. Las enzimas

Dos enzimas lipolíticas diferentes se han aplicado en este estudio. Cutinasa de F. solani pisi se obtuvo de Unilever Laboratorio de Investigación y Desarrollo en Vlaardingen.Este lote cutinasa contiene una cantidad muy ll sma de actividad de proteasa, pero no otra actividad esterasa (Vermeer, 2004).La enzima es un granulado y se preparó para la incubación de acuerdo con el siguiente procedimiento.

Aproximadamente se agitó 238 mg de cutinasa durante 10 minutos a alta velocidad en un Erlenmeyer de 25 ml

378 MAME Vertommen et al./ Journal of Biotechnology 120 (2005) 376-386

con un pequeño agitador magnético en 10 ml de una 50 mM tris (hidroximetil) amino-metano (Merck, grado ACS para sustancia tampón de análisis) tampón a pH 8. La emulsión resultante se centrifugó (Hettig Zentrifugen, Mikro 12-24) a 9000 rpm durante 15 min, después de lo cual la solución amarilla transparente que contiene la enzima solubilizada se retiró con una pipeta Pasteur y se almacenó a 4 ◦ C. La solución de enzima se utiliza en unas pocas horas después de este procedimiento para evitar la desactivación de la enzima.

La segunda enzima utilizada era lipasa A de C. antarctica, es decir Novozym ® 735 de Novozymes, y se utilizó como tal en todas las incubaciones.

2.3. ensayo de actividad

La actividad de las enzimas se determina con un ensayo de tributirina (Beisson et al, 2000;.. Gupta et al, 2003).Dependiendo del pH en el que la actividad era probado, 1 mM de dihidrogenofosfato de sodio monohy-hidrato (Merck, grado ACS para el análisis, ≥ 99%) (pH 7-8) o 1 mM de tetraborato decahidrato de di-sodio (Merck, puro extra) (08.05 a 10.08 pH) tampón era usado.Un emulsionante en que contiene una concentración final de tributirina 67 mM (Sigma, aproximadamente 99%) se valoró por 20 min con una solución de NaOH 0,01 M (Merck, grado ACS para Analy-sis, ≥ 99%) usando un alfa metros pH Schott TitroLine y el electrodo de gel Schott Blueline.La tem pera-tura se mantuvo a 30 y 40 ◦ C durante cutinasa y lipasa, respectivamente.La agitación se consigue con un revolver-rer magnética (500 rpm). Una pequeña corriente de nitrógeno fue atropellado la solución para obtener lecturas estables.

2.4. Las incubaciones

Una película circular (Ø 64 mm, equi valente a aproxi-madamente 835 mg de APET y 50 mg de OPET) se perforó de las películas de poliéster, limpiado con etanol y se coloca en un vaso de precipitados de vidrio de 300 ml, la película así Prac-ticamente que cubre todo el área de la superficie inferior.Se añadieron 10,0 ml de dihydrog en monohidrato 25 mM fosfato de sodio (Merck, grado ACS para el análisis, ≥ 99%) de tampón (pH 8), después de lo cual 100 U de cutinasa (solución cutinasa 500 l) o 35 U de lipasa (50 l de la preparación de lipasa fue añadido).La diferencia en la dosificación orig-Inatès de ASONs prácticos Re, en realidad overcorrecting para la diferencia en la actividad por unidad de volumen de la lipasa y cutinasa.El vaso de precipitados se selló con parafilm para evitar la evaporación de líquido y se coloca en una

sacudiendo baño (Julabo SW-21, 150 rpm) a la temperatura deseada. Después de que el tiempo de incubación requerido, el vaso de precipitados se retiró del baño de agitación y el líquido se extrae del vaso con 10 ml de medición de la pipeta. El pH de la solución entonces fue llevado d poseer a 5-6 con una cantidad pequeña, conocido (~ 0,25 ml) de solución 1 M de HCl y se almacena a 4 ◦ C hasta que el análisis HPLC se llevó a cabo.

El mismo procedimiento se siguió para las incubaciones de gránulos (GPet) como las incubaciones de película, excepto que ahora se pesaron 5,0 g de gránulos, que corresponde