Cultivo de tejidos vegetales por callogenesis

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Resultados y discusión.

No se obtuvieron los resultados deseados, ya que ninguno de los 9 cultivos presentó alguna respuesta de crecimiento calloso con una concentración de 2.0 mg/L del regulador BAP durante las 8 semanas de monitoreo (ver figura 1 en anexos). Esto concuerda con lo reportado por Jeannet Ruiz (2000) en donde menciona que las dosis de 0.5 y 1.0 mg/L de BAP fueron las que mostraron mayor formación de callo en Anthurium andraeanum, un aumento a 2.0 mg/L no mostró un estímulo en la formación de tejido calloso. También menciona que se obtuvo una mayor tasa de crecimiento con el regulador 2,4-D (ácido 2,4-diclorofenoxiacético) a una concentración de 0.2 mg/L. Lo reportado por Karla Valenzuela (2006) también menciona la baja efectividad del BAP, ya que los explantes expuestos a medio MS adicionado con concentraciones que van de 2.5 a 10 mg/L no mostraron desarrollo de una estructura de callo en la especie Agave tequilana Weber, var. Azul. Sin embrago al sustituir el BAP por zeatina como fuente de citocininas, se obtuvo una mejor respuesta en el tiempo de formación de callos, aunque éstos fueron menos friables y con una apariencia seca y dura en la superficie.

Hubo un porcentaje de contaminación del 33%; en dos frascos hubo crecimiento de hongos a los 8 días de incubación y el tercer frasco presentó crecimiento de hongos a los 29 días de incubación (ver figura 2 en anexos). La contaminación en los cultivos pudo originarse de dos fuentes fundamentales: una llevada a cabo por microorganismos en la superficie o en los tejidos de los explantes, o por deficiencias en la manipulación de los operadores en los laboratorios. Entre los hongos filamentosos contaminantes más comunes se encuentran el género de Aspergillus, Cladosporium, Penicillium, Fusarium, Alternaria y Neurospora.5

Conclusión

El regulador de crecimiento Bencilaminopurina (BAP) tiene como función la estimulación de la división de las células y promover el crecimiento y elongación celular, sin embargo la concentración utilizada en esta práctica no estimuló la formación de callos en los cultivos de Agave americana L., autores citados anteriormente demostraron que a concentraciones menores a 1.0 mg/L de BAP induce una respuesta a formación de callos embriogénicos y que hay una mejor respuesta de crecimiento calloso utilizando la auxina 2,4-D.

Bibliografía.

1.- Hartmann and Kester. (2011). Hartmann and kester´s plant propagation: principles and practice. United States of America: PEARSON, 8th ed.

2.- Arizaga and Ezcurra. (2002). Propagation Mechanisms in Agave macroacantha. American Journal of Botany.

3.- Manuel Salvador Domínguez Rosales, Ma. de la Luz González Jiménez, Citlalli Rosales Gómez, César Quiñones Valles, Silvestre Delgadillo Díaz de León, Silvia Julieta Mireles Ordaz, Eugenio Pérez Molphe Balch. (2008). El cultivo in vitro como herramienta para el aprovechamiento, mejoramiento y conservación de especies del género Agave. Aguascalientes, México: Universidad Autónoma de Aguascalientes.

4.- González Vega y María Esther. (2003). Estudio del proceso de callogénesis en genotipos promisorios de cafeto (Coffea canephora P.). Bogotá, Colombia: Universidad Nacional de Colombia.

5.- Ruby Gutiérrez. (2000). Contaminación microbiana in vitro. Ecuador: EcuRed.

6.- Jeannet Ruiz Ruiz. (2000). Efecto del BAP y 2,4-D en la inducción de organogénesis indirecta in vitro de Anthurium andraeanum L. Zamorano, Honduras.

7.- Karla Karina Valenzuela Sánchez. (2006). Desarrollo de Tecnologías para la Regeneración in vitro y Transformación Genética de Maguey (Agave tequilana Weber, var. azul). Irapuato, Guanajuato, México: CENTRO DE INVESTIGACIÓN Y DE ESTUDIOS AVANZADOS DEL INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL.

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Anexos

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