UNIDAD DE APRENDIZAJE: Sub Módulo 1; “Identifica microorganismos en base a técnicas bacteriológicas”

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-Sacamos el Hisopo y hacemos siembra por método de estría cruzada en los tres agares (sangre, sal manitol y gelosa chocolate)

-Cerramos placas y metemos a la incubadora

(Después de esto se tienen que revisar constantemente para saber si hay crecimiento de colonias, de ser así, sacamos de la incubadora y metemos a refrigerador, sino, dejamos más tiempo en incubadora para el crecimiento de las colonias)

3.- *PROCEDIMIENTO* (Observación de la muestra, tinción de Gram)

- 1.- Encendemos el Mechero de Bunsen para después esterilizar nuestra asa bacteriológica. Con la flama azul.

2.-Acercamos el medio de cultivo al mechero y lo mantenemos en ese campo antes, durante y después de hacer la toma de muestra.

3.- Tomamos el portaobjetos y le ponemos una gota de solución salina.

3.-Ya con el asa bacteriológica esterilizada, abrimos el medio de cultivo, pasamos el asa por encima del agar, procurando no romperlo. Posteriormente, sin sacar de campo, cerramos la caja de Petri.

4.- Hacer el frotis, formando una película homogénea sobre el portaobjetos con el asa bacteriológica, y dejar secar.

5.-Fijar la preparación, pasando unas tres veces el portaobjetos a través de la llama del mechero.

6.-Aplicar una gota de cristal violeta durante un minuto, y lavar el exceso de colorante con poca agua y no directamente.

7.-Aplicar una gota de lugol durante un minuto y repetir el enjuague con después de ese tiempo.

8. Aplicar la preparación con alcohol-cetona durante 30 segundos (el tiempo de decoloración es la clave para un resultado correcto)

9.- Quitar el exceso inmediatamente con agua.

10.- Aplicar una gota del colorante de contraste safranina durante un minuto.

11.- Lavar el exceso de colorante con un poco de agua

12.- Dejar secar al aire la preparación.

13.- Observar al microscopio y ajustar correctamente este para una buena observación

14.- Ya ajustado, aplicar una gota de aceite de inmersión.

15.- Empezar a observar con el lente de menos aumento e ir subiendo de graduación hasta una imagen correcta.

16.- Hacer anotaciones y conclusiones.

17.- Quitar el portaobjetos y desechar.

18.- Limpiar los lentes del microscopio con papel higiénico para quitar residuos de aceite de inmersión

19.- Ajustar la platina, desconectar el microscopio, recoger el cable y dejarlo en el lugar correcto.

[pic 3][pic 4][pic 5]

*procedimiento*

PRUEBA CATALASA:

-Se coloca una gota de agua destilada en el porta objetos

-Se Esteriliza y enfría el asa

-Tomar un poco de la colonia más aislada

-Mezclar la muestra con el agua

-Colocar una gota de peróxido de hidrogeno.

[pic 6]

PRUEBA OXIDASA

-Se coloca el papel filtro[pic 7]

-Se coloca una gota de agua destilada

-Se coloca un poco de nuestra colonia

-Se cambia de color si es positivo

PRUEBA COAGULASA

-Mezcla 0.5 ml. De plasma sin diluir con un volumen igual de un cultivo en caldo de 18 a 24 horas de incubación.

-Examinen entre una 1y 4 horas de formación de un coagulo

-Si los Tubos son Negativos deben conservarse durante la noche a temperatura ambiente y examinarse hasta la siguiente día.

[pic 8]

RESULTADOS

-Siguiendo los procesos correspondientes, no se hallaron staphylococcus aureus

-Coagulasa negativa

-Oxidasa negativa

-Catalasa positiva.

CONCLUSIONES

Esta práctica fue de gran utilidad para nosotros, aprendimos como se hacen algunas pruebas bioquímicas y repasamos la técnica de exudado faríngeo, así como también la Técnica de Gram, la cual hemos utilizado mucho en laboratorio.

BIBIOLGRAFIA

http://clinicos189.blogspot.mx/2013/04/toma-de-muestra-de-exudado-faringeo.html

http://es.slideshare.net/arblait14/catalasacoagulasaoxidasalab-recuperado

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