Identificación de los componentes de la pared celular: lignina, suberina y cutina

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4) Clarificación. Los reactivos clarificantes tienen como misión limpiar el material, eliminando algunos contenidos celulares. El reactivo clarificante por excelencia es el hipoclorito sódico. Se emplea concentrado o diluido en agua según sea el grosor del corte y la consistencia del material. 5) Tinción. La tinción fundamental en la observación microscópica, consiste en dar color a los diferentes componentes celulares y tisulares mediante la utilización de colorantes. Esto permite resaltar detalles de los mismos que de otro modo no podríamos ver correctamente.

Un colorante es una sustancia que posee color y es capaz de cederlo al combinarse con otra. Existen colorantes naturales y artificiales. Naturales: se extraen de animales o vegetales como la flor de carmín, hembras de himenópteros, líquenes de los géneros Lecanora y Roccella y la hematoxilina del leño de HematoxyIum campechianum (Leguminosa). Colorantes artificiales: provienen de hidrocarburos extraídos del alquitrán de hulla. Algunos de los más comunes usados para la tinción de estructuras vegetales son: safranina, verde rápido, violeta y azul de cresilo, rojo neutro, etc.

Las tinciones pueden ser generales y específicas:

a) Coloraciones generales. Directas: Se producen simplemente por inmersión de la muestra en el baño colorante. Ej.: Safranina. Y las Indirectas: El colorante no puede actuar directamente, es necesario que el material a colorear sea tratado por una sustancia que lo prepare para recibir el colorante. Esta sustancia se llama mordiente (EJ.: Carbonato de sodio, alumbre de hierro). Un ejemplo de coloración indirecta es la hematoxilina. Combinadas: Son aquellas en las que se emplean varios colorantes de forma sucesiva o simultánea. Un ejemplo de coloración sucesiva es safranina-verde rápido, y de coloración simultánea es carmín-verde Yodo.

Coloraciones específicas: Existen colorantes específicos para reconocer determinadas sustancias o estructuras celulares. Ej. Calosa: Azul de resorcina- ácido, tánico; paredes celulósicas: azul de anilina.

6) Deshidratación. La deshidratación permite eliminar las moléculas de agua que se encuentran dentro de los tejidos. Esto se consigue con la ayuda de sustancias deshidratantes, entre las cuales el etanol es la que ha dado los mejores resultados. Se utiliza progresivamente en diferentes graduaciones, por lo general 30%,50%,70%, 96% y etanol absoluto.

La deshidratación consiste en pasar los cortes, después de teñidos, a través de una serie de alcoholes de distinta concentración, y durante un tiempo determinado. La deshidratación debe iniciarse utilizando los alcoholes de menor graduación y terminar con el etanol absoluto. El tiempo en cada uno de ellos dependerá del grosor de la pieza o del tejido; se recomienda entre 3 y

5 minutos.

7) Montaje. Con el objeto de poder observar al microscopio el material tratado es necesario montarlo, temporal o permanentemente, en medios adecuados, colocando sobre un portaobjetos la muestra, posteriormente se dispone el cubreobjetos.

Los medios de montaje pueden ser líquidos (agua, agua-glicerina) o sólidos

(bálsamo de Canadá- resina de Abies balsámica,- gelatina-glicerinada; resinas sintéticas: entellan). Las preparaciones microscópicas pueden ser de dos tipos:

Temporales o permanentes.

Preparaciones temporales: Son preparaciones que no pueden guardarse durante mucho tiempo. Se realizan cuando se quieren hacer observaciones rápidas y el material (fresco o muerto) no interesa conservarlo. El medio de montaje utilizado siempre es líquido (agua, agua-glicerina). Es importante resaltar que, jamás hay que depositar un corte sobre un portaobjetos seco, siempre ha de haber un líquido que lo reciba.

Preparaciones permanentes: Son aquellas que pueden conservarse durante largos periodos de tiempo (años). Se utilizan diferentes medios de montaje como gelatina-glicerinada, bálsamo de Canadá o resinas sintéticas (medios sólidos).

REALIZACIÓN DE PREPARACIONES TEMPORALES

Para la realización de esta práctica se requiere hacer preparaciones previas del material vegetal en fresco y teñidas. Musgo: fresco. Epidermis de cebolla: fresco y teñido con lugol. Tomate: fresco y teñido con azul de metileno. Hoja carnosa: fresco y teñido con azul de metileno. Para ello seguir los siguientes pasos (Figura 2.2.)

[pic 2]

1) Colocar una gota de agua en un portaobjetos.

2) Depositar sobre ella la muestra a observar.

3) Colocar el cubre sobre la muestra: Apoyar un lado del cubre sobre el porta y dejarlo caer, con un ángulo de 302, sobre la muestra.

4) En el caso que se tenga que teñir la muestra hacerlo arrastrando el colorante.

5) Observar al microscopio.

[pic 3]

Lignina: Los tejidos lignificados adquieren una coloración rojo-granate.

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[pic 4]

MATERIALES Y MÉTODOS

Portas y cubres. Agua.

Tiras de papel de filtro. Ác. Clorhídrico concentrado. Lancetas. Floroglucina alcohólica (1 %). Pincel. Solución Sudán 111. Cuentagotas. Etanol 70'.

Malla de tinción. Placas Petri. Microscopio óptico.

Material biológico: Tallo fibroso (apio), Tallo de geranio, epidermis de cebolla, musgo, tomate, hoja carnosa, papa.

RESULTADO

¿Se cumplieron o no los objetivos de la práctica?

Si, ya que ahora sabemos identificar la pared celular, en las diferentes estructuras que ocupamos, así como sus diferentes Capas[pic 5][pic 6]

DISCUSIÓN

1. ¿Por qué las preparaciones han de tener tan poco espesor? Para que la luz del microscopio pueda traspasar las estructuras celulares y sea posible y más fácil de observarlas

2. Explica con tus palabras la diferencia entre preparación temporal y permanente.

Una