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Práctica 9. Técnicas para diagnósticar parásitos en sangre.

Enviado por   •  28 de Septiembre de 2018  •  2.293 Palabras (10 Páginas)  •  1.089 Visitas

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Metodología[pic 9]

Preguntas

1.- ¿Considera que es fácil la observación de huevecillos de S. stercoralis, sí o no y por qué?

Sí, ya que se pueden confundir con el huevo de otro parásito, es muy similar a otros.

2.- Fases morfológicas de Strongyloides Stercolaris[pic 10]

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Observaciones

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Se observaron algunos artefactos, pero encontramos un huevo de Strongyloides.

Práctica 12. Método de Harada-Mori

Introducción

Los huevos uncinariformes observados en muestras fecales pueden ser difíciles o imposibles de diagnosticar, mientras que las larvas que surgen de ellos se identifican fácilmente. Un problema práctico frecuente es la diferenciación de las infecciones por Necator de las producidas por Ancylostoma. Para cultivar larvas a partir de huevos, Harada y Mori (1955) describieron un método sencillo y limpio en tubos de ensaye.

Es un método que permite la identificación de larvas de helmintos con base en sus características morfológicas. La materia fecal debe colocarse en un frasco limpio, cuidando de que no esté contaminada con tierra ni orina; se debe conservar en la sombra y sitio fresco. Las heces formadas pueden reblandecerse con agua destilada para facilitar la extensión en el papel filtro. Se recomienda el uso de 4 o 5 tubos por muestra para aumentar las posibilidades de encontrarlas positivas, sobre todo en regiones donde el grado de infección es bajo

Objetivo

Realizar cultivo de huevos para obtener desarrollo de larvas y así poder precisar la especie.

Metodología

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Preguntas

Fases morfológicas de las larvas y huevecillos

Ancylstoma duodenale[pic 14]

Necatur Americanus

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Observaciones

Se encontraron larvas en la muestra que se tomó del fondo del tubo que podrían ser de Necatur Americanus o de Ancylstoma duodenale.[pic 16]

Práctica 13. Hematoxilina Férrica de Heidenhain

Introducción

PROPÓSITO: Método clásico para colorear e identificar estadios de protozoos comunes en heces del humano, sobretodo cuando sólo hay trofozoítos y las infecciones son mixtas. Las descripciones en los libros sobre la morfología y características de cada estadio y de cada especie están basadas en organismos coloreados por este método.

VENTAJAS Y DESVENTAJAS:

Las ventajas y desventajas de este método van a depender de:

1. Costo-efectividad.

2. Adiestramiento de personal. Es un método caro porque exige reactivos de primera clase, sobre todo el fijador y los deshidratantes (alcohol, xileno); requiere un tiempo de preparación y coloración de las muestras (mínimo 2 horas) y exige un personal de laboratorio con conocimiento sólido sobre principios celulares y morfología diferencial de los organismos. Sin embargo, para la especiación de protozoos es la más adecuada, la preparación puede guardarse para control, referencia, confirmación por terceras personas y material de estudio.

NOTA: Desde la década anterior, con la redescripción de las especies de Entamoeba histolytica y de Entamoeba dispar, la identificación por morfología de Entamoeba histolytica no es aceptada. Se prefiere utilizar métodos inmunológicos o de biología molecular. Podría hacerse una excepción en presencia de trofozoítos hematófagos recobrados de casos clínicos agudos (disentérica o amebiasis extraintestinal). Por otra parte, esta coloración en manos adiestradas ofrece la diferenciación más confiable de otras especies de protozoos patógenos y no patógenos del humano. Hay 3 momentos claves en la ejecución de este método:

1. Fijación

2. Diferenciación

3. Deshidratación 66

Al final los resultados dependerán de que se haya hecho una pronta y correcta recolección y fijación de la muestra. No se debe perder tiempo examinando una muestra mal fijada y peor teñida. Para una discusión más completa y acertada sobre el tema, consultar las referencias citadas. Para una coloración rápida (8-10 minutos) consultar la referencia de Flournoy y colaboradores.

MUESTRA REQUERIDA: Evitar purgantes de aceite mineral o la administración de medios radiológicos de contraste por lo menos 2 semanas antes de tomar la muestra. Cualquier terapia con antibióticos reduce la posibilidad de encontrar organismos. Heces recolectadas en un frasco (vidrio, plástico, cartón) limpio, seco, con tapadera, sin contaminación (agua, tierra, orina). Cuando haya moco y sangre, recoger de esta parte. Evitar colocar la muestra a temperaturas extremas. Deben ser fijadas al momento de evacuarlas o llevarlas al laboratorio en los próximos 30-60 minutos.

Metodología

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Preguntas

1.- ¿Cuál es el objetivo de utilizar los alcoholes de menor a mayor concentración?

El objetivo es deshidratar la muestra, como en el método histológico para el procesamiento de una muestra.

2.- ¿Cómo actúa el fijador de Schaudinn en la estructura de los parásitos?

Este fijador es excelente para conservar todos los tipos de formas parasitarias, trofozoitos, quistes, huevos y larvas.

3.- ¿Cómo actúa la solución de ácido pícrico en los parásitos?

Los colorantes ácidos tienen carga eléctrica negativa, por lo tanto la designación correcta es

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