Usamos la lac operón en Escherichia coli como un sistema prototipo para ilustrar el estado actual, la aplicabilidad y limitaciones de la modelización de la dinámica de las redes celulares.

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qué las células permanecen en un estado determinado, o lo que hace que las células cambian de la no inducido al estado inducido. Uno necesita enfoques cuantitativos para entender la dinámica de este proceso, cómo la aleatoriedad intrínseca de eventos moleculares afecta al sistema, y cómo la inducción depende de los aspectos moleculares de la regulación de genes.

Volver arriba Niveles de organización y modelización

A pesar de su aparente simplicidad, la lac operón sistema muestra gran parte de la complejidad y sutileza inherente a la regulación de genes. En principio, su modelado detallado deberá incluir, entre otros muchos procesos celulares, la transcripción, traducción, ensamblaje de proteínas, la degradación de proteínas, la unión de proteínas diferentes en el ADN, y la unión de moléculas pequeñas a las proteínas de unión al ADN. Además, el lac operón sistema no está aislado del resto de la célula. Inducción cambia la tasa de crecimiento de las células individuales, que a su vez también afecta el comportamiento de la población celular. Por ejemplo, si se utiliza un inductor gratuito, la inducción se ralentizará el crecimiento celular. Por lo tanto, si se extrapolan directamente desde el nivel molecular hasta el final hasta el nivel de población de células requiere información adicional acerca de los procesos celulares que no está fácilmente disponible. Además, la mayoría de los detalles moleculares de la célula no van a ser relevantes para el proceso concreto en estudio. El primer paso de modelado es, por lo tanto, la identificación de los niveles pertinentes, sus interacciones, y el nivel de forma en que uno se incorpora a otro. Fig. 2 ilustra esquemáticamente la separación del lac , sistema en los niveles celular y molecular de la población.

La Figura 2.

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La Figura 2.

Tres niveles de descripción. (a) nivel molecular. Los tres genes lacZ , lacY y lacA se cotranscribed como un mensaje policistrónico de un único promotor P1. El gen lacZ codifica para la β-galactosidasa, que puede descomponer la lactosa en β- D -galactose y D -glucosa o catalizar la conversión de la lactosa en alolactosa, el inductor real. El producto de Lacy es la permeasa de β-galactosidasa, que se encarga de la absorción de la lactosa en el interior de la célula. El papel de LacA aún no se entiende completamente debido a que su producto, un acetiltransferasa galactósido, no es necesario para el metabolismo de la lactosa ( Wang et al., 2002 ). El lac represor está codificada por lacI , que es inmediatamente aguas arriba del operón. La unión del represor al sitio principal operador O1 evita la transcripción. La represión es mucho mayor por la unión simultánea adicional del represor a uno de los sitios de operador auxiliares O2 y O3. El inductor inactiva el represor mediante la unión a la misma y cambiando su conformación. Además, el complejo CAP-cAMP debe unirse al sitio de activador, A, para la transcripción significativa. (B) el nivel celular. Algunos inductores gratuitos, tales como TMG, también utilizan la lactosa permeasa para entrar en la célula; pero en contraste a la lactosa, que se unen a sí mismos al represor y no son metabolizados por la célula. En este caso, es posible estudiar la dinámica de inducción considerando como variables sólo la concentración interna inductor, las permeasas no funcionales, y las permeasas funcionales. (C) Nivel de Población. La coexistencia de dos tipos de redes en la lac operón es un efecto de la población. Células no inducidas (círculos vacíos) tienen alguna probabilidad de convertirse en inducidas (círculos completos). Si las células no inducidas crecen más rápido, los dos tipos de células podrían coexistir; si no, eventualmente se inducirá toda la población.

Nivel molecular.

El nivel molecular incluye explícitamente la unión del inductor al represor, cambios en la conformación represor, la unión del represor al operador, la unión de la ARN polimerasa al promotor, la iniciación de la transcripción, la producción de ARNm, la traducción del mensaje, proteínas plegable, y así sucesivamente. Se desconocen casi todos los aspectos cuantitativos de la dinámica in vivo de estos procesos. La falta de información se suele llenar haciendo suposiciones basadas en la parsimonia. Afortunadamente, no se necesitan todos los detalles.

En este nivel, lo que parece relevante es la producción de permeasas expresadas como una función de la concentración de inductor dentro de la célula. Para obtener teóricamente incluso una aproximación de esta función, se necesitaría información detallada sobre muchas interacciones moleculares. Por lo tanto, un enfoque más razonable en el estado actual de los conocimientos sería extraer esta función directamente de los datos experimentales. De hecho, uno puede medir la tasa de producción de β-galactosidasa en cepas mutantes que carecen de la permeasa ( Herzenberg, 1958 ). En este caso, las concentraciones de inductor externos e internos son ambos el mismo una vez que se alcanza el equilibrio entre el medio y el citoplasma. Esto se basa en la ausencia de mecanismos de importación o exportación no específicos. La otra pieza clave de información es que la producción de permeasas es, en una buena aproximación, proporcional a la producción de β-galactosidasa, como ambas son producidas a partir del mismo ARNm policistrónico. Los resultados obtenidos de esta manera podrían ser utilizados como una estimación para modelar el nivel molecular de las células de tipo salvaje.

Nivel celular.

El núcleo del proceso de todo o nada reside en el nivel celular. Algunas de las permeasas producidos eventualmente ir a la membrana y traer más inductor. Novick y Weiner (1959) deducido a partir de experimentos que sólo un pequeño porcentaje de las permeasas integran en la membrana y se convierten funcional. Experimentos recientes, sin embargo, mostraron que la mayoría de las permeasas integrar en la membrana ( Ito y Akiyama, 1991 ), sin embargo, la cuestión de cuántos son funcionales no ha sido abordado. A pesar de intensos estudios sobre la permeasa ( Kaback et al., 2001 ), su funcionamiento en vivo sigue siendo un tema difícil, que incluye muchas preguntas abiertas, tales como los mecanismos de inserción en la membrana. El supuesto más simple para el modelado es que las permeasas producidos se insertan en la membrana y