AISLAMIENTO DE Lysinibacillus sphaericus

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Para determinar su actividad enzimática, se trabajará con el siguiente diseño experimental: Se utilizarán larvas de mosquitos del género Culex o Aedes aegypti en estadíos II, III y IV. En una placa de Petri conteniendo 20 ml de agua se agregaron 20 larvas de un mismo estadío por ensayo; a ella se agrega 20-50 µl del agente larvicida para ensayar (esporas-cristal). Se incubó a temperatura ambiente (28º C) y a las 24 h se realizó el recuento de larvas vivas. Todos los experimentos se realizarán por duplicado y con el respectivo control sin tratamiento. Se calculará tanto el porcentaje de mortalidad como la LC50 (Concentración Letal 50: que equivale a la cantidad de la sustancia utilizada como agente tóxico, esporas-cristal, necesaria para obtener un 50 % de mortandad en los organismos utilizados como blanco de la toxina).

OBJETIVOS

Al conocer la capacidad biolarvicida altamente potencial y eficaz para el control biológico de Anopheles spp., Aedes spp. y Culex spp., se busca contribuir al manejo de enfermedades de interés en salud pública como malaria, fiebre amarilla y dengue, ya que al ser estas cepas nativas ofrecen mejores condiciones de adaptación y eficacia.

Además de realizar a las cepas nativas de Lysinibacillus sphaericus su identificación microscópica, macroscópica y bioquímica, y su caracterización molecular para identificar los genes que codifican para sus proteínas tóxicas, en este caso la proteína larvicida (toxina binaria Bin A y Bin B), para ratificar el poder tóxico y proporcionar un aporte eficaz en los programas de control epidemiológico de vectores, mediante el biocontrol, el cual garantiza mantener el equilibrio en el medio ambiente, al no producir efectos adversos en la naturaleza ni en el humano; así como el aporte a nivel científico que contribuye con campos de investigación en nuestro país.

REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

- Arenas, V.R. & Carvajal, P.L. 2012. Influencia de los cambios climáticos en la definición del sexo en el Aedes aegypti y su implicación en las epidemias de dengue. Revista Facultad de Salud, 4: 11-24.

- Beserra, E.B.; de Castro, F.P.Jr.; dos Santos, J.W.; Santos, T.S. & Fernandes, C.R. 2006. Biology and thermal exigency of Aedes aegypti (L.) (Diptera: Culicidae) from four bioclimatic localities of Paraiba. Neotropical Entomology, 35: 853-860.

- Dia, I.; Diop, T.; Rakotoarivony, I.; Kengne, P. & Fontenille, D. 2003. Bionomic of Anopheles gambiae Giles, An. arabiensis Patton, An. funestus Giles and An. nili (Theobald) (Diptera: Culicidae) and Transmission of Plasmodium falciparum in a Sudano-Guinean Zone (Ngari, Senegal). Journal of Medical Entomology, 40: 279-283

- Luciano, P.G.C.; Ricardo, J.P.; Ferreira, A.C.; Francisco, J.; Rodrigo, L.F. & José, L. 2007. Efficacy of fish as predators of Aedes aegypti larvae under laboratory conditions. Revista de Saúde Pública, 41: Disponible en: [http://www.scielosp.org/pdf/rsp/v41n4 /en_5930.pdf] [Consulta 25 de marzo 2008].

- Guzmán, M.G. & Kourí, G. 2002. Dengue: an update. The Lancet Infectious Diseases, 2:33-42.

- Guzmán, M.G.; Kourí, G.F. & Bravo, J. 1999. La emergencia de la fiebre hemorrágica del dengue en las Américas. Reemergencia del dengue. Revista Cubana de Medicina Tropical, 51: 5-13.

- Turell, M.J.; Dohm, D.J.; Fernández, R.; Calampa, C. & O'Guinn, M.L. 2006. Vector competence of Peruvian mosquitoes (Diptera: Culicidae) for a subtype IIIC virus in the Venezuelan equine encephalomyelitis complex isolated from mosquitoes captured in Peru. Journal of the American Mosquito Control Association, 22:70-75.

- Ngoagouni, C.; Kamgang, B.; Nakouné, E.; Paupy, C. & Kazanji, M. 2015. Invasion of Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) into central Africa: what consequences for emerging diseases? Parasites & Vectors, 8:191.

- Organización Mundial de la Salud (OMS). Lucha Biológica Contra los Vectores de Enfermedades. Sexto Informe del Comité de Expertos de la OMS en Biología de los Vectores y Lucha Antivectorial. (1982). Serie de Informes Técnicos No. 679;39.

- Charles J, Delécluse A, Nielsen-LeRoux. Entomopathogenic bacteria: from laboratory to field application. ed. Kluwer Academic Publisher. 2000 p. 253–273.

- Baumann L, Broadwell AH, Baumann P. Sequence analysis of the mosquitocidal toxin genes encoding 51.4- and 41.9-kilodalton proteins from Bacillus sphaericus 2362 and 2297. J Bacteriol. 1988; 70:2045-2050.

- Pei G, Oliveira CM, Yuan Z, Nielsen-LeRoux C, Silva-Filha MH, Yan J, Regis L. Development of Culex quinquefasciatus resistance to Bacillus sphaericus strain IAB59 needs long term selection pressure. Biological Control. 2007; 42:155–160.

- Rojas J, Mazzarri M, Sojo M, Ysrael G. Evaluación de la efectividad de Bacillus sphaericus cepa 2362 sobre larvas de Anopheles nuñeztovari. Invest. clín; 2001; 42:131-146.

- Maldonado-Blanco M. Control de Aedes aegypti con microorganismos. RESPYN. 2005;6.

- Reinert DJ, Carpusca I, Aktories K, Schulz GE. Structure of the Mosquitocidal Toxin from Bacillus sphaericus. J Mol Biol. 2006; 357:1226-1236.

- SilvaFilha, MH - Peixoto, CA Immunocytochemical localization of the Bacillus sphaericus binary toxin components in Culex quinquefasciatus (Diptera: Culicidae) larvae midgut. 2003; 77:138–146.